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Variabilidad genética de la colección de piñón
(Jatropha curcas L.) del Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias del Ecuador,
usando marcadores tipo microsatélites
Genetic variability in the collection of physic nut (Jatropha
Curcas L.) Of the National Institute of Agricultural Research
of Ecuador using microsatelite markers
Heriberto Mendoza
1*
, Javier Mendoza
2
, Julio López
1
, Nelly Mejía
1
, Freddy Zambrano
1
,
María Mendoza
1
, y Wilmer Ponce
1
1
INIAP-Estación Experimental Portoviejo, Programa de Agroenergía. Portoviejo, Manabí, Ecuador
2
Escuela Superior Politécnica de Manabí, ESPAM. Calceta, Manabí, Ecuador.
*
Autor para correspondencia: jhmndz@yahoo.com
Recibido: 04 de abril, 2016
Aceptado: 12 de noviembre, 2016
Resumen
Para conocer la diversidad genética del piñón (Jatropha curcas L.) existente en Ecuador, se realizó un
estudio mediante el uso de marcadores moleculares tipo microsatélites. Fue analizada la variabilidad
genética de la colección del Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) conformada
por 158 accesiones, de las cuales 151 fueron colectadas en seis provincias del Ecuador, 4 provinieron
de Perú y 3 de Brasil. Como muestras para el estudio se tomaron 15 gramos de brotes tiernos de una
planta de cada accesión y se mantuvieron en 50 gramos de sílica gel para su secamiento. Una vez
secas, las muestras se maceraron con una solución de metabisulto de sodio como antioxidante y
se almacenaron a temperatura ambiente hasta la extracción del ADN genómico. De los 10 primers
SSRs analizados, solo dos mostraron patrones polimórcos o informativos (J-26 y J-28), evidenciando
la formación de dos grupos genéticos principales y dos subgrupos. Se determinó que la variabilidad
entre genotipos multilocus fue del 13,92%, representada en 22 grupos de accesiones. Los genotipos
20 y 21 presentaron 44,30% y 15,82% de accesiones duplicadas.
Palabras clave: Caracterización, Germoplasma, Genética, Genotipo, Jatropha.
Abstract
In order to understand the genetic diversity of physic nut (Jatropha curcas L.) in Ecuador, microsatellite
type molecular markers were used in an analysis of the genetic variability of the collection of the National
Institute of Agricultural Research (INIAP). Of 158 accessions, 151 were collected in six provinces of
Ecuador, 4 were from Peru and 3 from Brazil. As samples for the study, 15 grams of young buds were
taken from one plant of each accession and were kept on 50 grams of silica gel for drying. Once dried,
the samples were macerated with a solution of sodium metabisulte as antioxidant and stored at room
temperature prior to extraction of genomic DNA. Of the ten SSRs primers tested, only two showed
polymorphic or informative (J-26 and J-28) patterns, indicating the formation of two major genetic
groups and two subgroups. Variability between multilocus genotypes was 13.92%, represented in
22 groups of accessions, while genotypes 20 and 21 presented 44.30% and 15.82% of duplicate
accessions.
Key words: Caracterization, Germplasm, Genetics, Genotype, Jatropha.
Artículo de investigación
Agricultura
Revista
Nº 17, enero 2017, 18 - 29
ISSN: 1390-6895 e-ISSN: 2477-8982
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Agricultura
Variabilidad genética de la colección de piñón (Jatropha curcas L.) del Instituto Nacional
de Investigaciones Agropecuarias del Ecuador, usando marcadores tipo microsatélites
Revista
Nº 17, enero 2017, 19 - 29
ISSN: 1390-6895 e-ISSN: 2477-8982
Introducción
El piñón (Jatropha curcas L.) es una especie con
potencial para la producción de biocombustibles
en zonas tropicales y subtropicales, puede
crecer y tener buena producción en suelos
marginales secos, degradados con baja fertilidad
natural, donde prácticamente ningún otro cultivo
podría desarrollarse (Sujatha, Reddy & Mahasi,
2008); sin embargo, en áreas más húmedas y
terrenos fértiles se desarrolla y produce mejor
(Heller, 1996; Machado & Suárez, 2009). En
Ecuador, esta especie se encuentra desde el
nivel del mar hasta los 1 500 metros de altitud.
Tradicionalmente se usa como cerca viva y con
la semilla se fabrica jabones caseros.
Actualmente, en muchas regiones del mundo se
trata de mejorar el cultivo de esta oleaginosa con
el n de aprovechar el aceite no comestible de
las semillas para producir biocombustibles, sea
como aceite puro o transformado en biodiesel
para motores de combustión (Saturnino,
Pacheco, Kakida, Tominaga & Goncalves, 2005;
Sonnenholzner, 2008).
En este contexto, el Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias (INIAP) realiza
investigaciones con esta especie en la Estación
Experimental Portoviejo (Manabí-Ecuador). Ha
generado información sobre las características
fenotípicas de 160 accesiones del banco de
germoplasma, las mismas que, en su
mayoría,
fueron colectadas en el país (López, 2009;
Mendoza, Cañarte, Rodríguez & López, 2008).
Para identicar genotipos y determinar la
variabilidad intraespecíca en poblaciones
naturales y bancos de germoplasma, existen
tecnologías basadas en el uso del ADN. En
este sentido, la caracterización molecular y la
evaluación del germoplasma vegetal, además
de proporcionar un mejor conocimiento del
recurso genético disponible, ayuda a identicar
los duplicados en las colecciones, lo que
permite simplicar los trabajos encaminados al
mejoramiento genético y por consiguiente lograr
un uso más eciente de los recursos humanos y
nancieros (Valls, 1989).
El piñón, como especie predominantemente
monoica, de fecundación cruzada, debería poseer
un alto grado de variación genética, sin embargo
se ha reportado una baja diversidad genética
en las colecciones de germoplasma estudiadas
(Abdelgadir, Johnson & Van Staden, 2009;
Rosado et al. 2010). La utilización de marcadores
RAPD (Polimorsmo de Fragmentos de ADN
Amplicados al Azar), AFLP (Polimorsmo de
Longitud de Fragmentos Amplicados), RSS
(Secuencias Simples entre Repeticiones), y los
Microsatélites han sido útiles para evaluar la
diversidad genética a nivel de todo el genoma,
sin embargo, se considera necesario desarrollar
herramientas moleculares más especícas para
esta especie. (Basha & Sujatha, 2007; Basha,
Francis, Makkar, Becker, & Sujatha, 2009;
Tatikonda et al., 2009).
A pesar del interés que tienen muchos países para
establecer plantaciones de Jatropha curcas, se
sabe muy poco acerca de la diversidad genética
existente en los recursos de germoplasma
disponibles, por tanto los trabajos de mejoramiento
en esta especie están en sus etapas iniciales,
haciendo que en la actualidad no estén disponibles
cultivares agronómicamente mejorados en ningún
país (Zamarripa & Solís, 2013).
La presente investigación estuvo orientada a
analizar la variabilidad genética de 158 accesiones
de piñón de la colección del INIAP utilizando
marcadores moleculares tipo microsatélites
SSRs (Secuencias Simples Repetidas), con el n
de identicar duplicados. La información obtenida
servirá para formar una colección de genotipos
con características deseables para utilizarlas a
futuro en un programa de mejoramiento genético
de esta especie.
Materiales y métodos
Material vegetal
El estudio se realizó en el Laboratorio de
Biotecnología de la Estación Experimental
Santa Catalina del INIAP (Quito). Se analizaron
158 accesiones del Banco de Germoplasma de
Piñón de la Estación Experimental Portoviejo,
20
de las cuales 151 fueron colectadas en
Ecuador, 4 en Perú y 3 en Brasil. Los materiales
de Ecuador se obtuvieron en altitudes ubicadas
entre 4 y 1 600 msnm y latitudes entre 0,83
o
N y 4,07
o
S. De estos, 137 correspondieron a
varias localidades de la provincia de Manabí, 8
de Loja, 2 de Santa Elena, 2 de Napo, una de
Guayas y una de El Oro. Las cuatro accesiones
de Perú proceden de la zona de Piura con una
altitud de 55 msnm y latitud de 5,18
o
S; mientras
que las tres de Brasil provienen del estado de
Minas Gerais, con altitud de 512 msnm y latitud
de 15,49
o
(Tabla 1).
Obtención y manejo de las muestras
Para obtener las muestras se tomaron
aproximadamente 15 g de brotes tiernos de una
planta, en cada una de las 158 accesiones; luego
se colocaron en una bolsa ziploc con 50 g de sílica
gel para su secamiento y mantenimiento. Las
muestras secas se maceraron con una solución de
metabisulto de sodio utilizada como antioxidante,
para luego realizar la extracción de ADN.
Extracción de ADN
La extracción del ADN se realizó de acuerdo
al protocolo propuesto por Colombo, Second,
Losada-Valle y Charrier (1998),
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Heriberto Mendoza, Javier Mendoza, Julio López, Nelly Mejía,
Freddy Zambrano, María Mendoza, y Wilmer Ponce
Electroforesis y estimación de la
concentración del ADN extraído
La concentración y calidad de las muestras de
ADN se visualizaron mediante electroforesis en
geles de agarosa al 1.0% en tampón TAE 1X,
y fueron teñidas con bromuro de etidio durante
15 minutos. La orescencia de las muestras de
ADN se comparó con la de los fragmentos del
marcador comercial Low DNA Mass Ladder (Cat.
No. 10068-013, INVITROGEN) para estimar la
concentración del ADN en ng/µl. La estimación
del rendimiento total de ADN por muestra, se
obtuvo multiplicando la concentración por el
volumen de ADN.
Amplicación del ADN
El ADN extraído se homogenizó a una
concentración de 5 ng/µl. Luego estas diluciones,
se utilizaron para ensayos de validación de
amplicación con marcadores RAPDs, con el n
de vericar la capacidad del ADN de amplicar
fragmentos por medio de PCR.
Para la amplicación del ADN con el primer
RAPD se utilizaron 7 µl de la mezcla de
reacción constituida por Buffer 5X (500 mM
TRIS pH 8,5, 10 mM KCl, 2mM MgCl2, 500 mg/
ml BSA, 0,01% xylene cyanole al 1,5% Ficoll
Tabla 1. Procedencia de 158 accesiones de piñón del banco de germoplasma de INIAP, Ecuador.
País
Provincia/ Número de Altitud
Estado Colecciones
Accesiones
Msnm
Latitud
1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17,
18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 30, 31,
32, 33, 34, 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43, 44, 45, 46,
47, 48, 49, 50, 51, 52, 53, 54, 55, 56, 57, 58, 59, 61,
62, 63, 64, 65, 66, 67, 68,69, 70, 71, 72, 73, 74, 75,
76, 77, 78, 79, 80, 81, 82, 83, 84, 85, 86, 87, 88, 89,
Ecuador Manabí 137 90, 91, 92 ,93, 94, 95, 96, 97, 98, 99, 100, 101, 102, 4 - 150 0.833 a
103, 104, 105, 106, 107, 108, 109, 110, 111, 112, -1.55
113, 114, 115, 116, 121, 124, 126, 128, 129, 135,
136, 137, 138, 139, 140, 144, 148, 140, 150, 151,
152, 153, 154, 155, 156, 157, 158
Ecuador Loja 8 35, 60, 117, 118, 119, 120, 122, 123 1000-1600 -4,07
Ecuador El Oro 1 126 85 -3,26
Ecuador Guayas 1 128 78 -0,97
Ecuador Napo 2 135, 144 250 -1,07
Ecuador Santa Elena 2 142, 143 30 - 60 -2,07
Perú Piura 4 131, 132, 133, 134 55 -5,18
Brasil Minas Gerais 3 146, 147, 140 512 -15,49
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Variabilidad genética de la colección de piñón (Jatropha curcas L.) del Instituto Nacional
de Investigaciones Agropecuarias del Ecuador, usando marcadores tipo microsatélites
400), 1µM de dNTPS, 1µM de primer, 0,6 U d
e
Taq y 5 ng/µl de ADN. Luego se utilizó en un
termociclador MJ-Research modelo PTC 100,
empleando un ciclo de desnaturalización inicial
a 94 °C por 5 minutos, seguido de 45 ciclos de
amplicación a 94 °C por 1 minuto, 36 °C por 30
segundos, 72 °C por 2 minutos, y un ciclo nal de
extensión a 72 °C por 7 minutos. La separación
de los productos de PCR se realizó en geles
de agarosa al 1,5% por 90 minutos a 100 V,
teñidos en Bromuro de Etidio y visualizados en
el fotodocumentador UV Marca Dolphin View.
Para la validación del ADN se utilizó el primer
OPERON OPR-07, el cual fue el único primer
que amplicó para piñón y generó los patrones
RAPDs en el ADN obtenido.
Tabla 2. Primers seleccionados para la caracterización molecular de piñón.
Primer EMBLs Repetición Secuencia de los Temperatura Tamaño Número y
SSR Primer (5`-3`) Óptima (°C) Esperado tamaño de
(bp) alelos (bp)
JCSSR 18 EU099518 (TA)3(GT)18 GGCGACAGGAAGAGCATG 62 394 3(387,
GCAATCTTGGACAGGAAACG 394, 397)
JCSSR 19 EU099519 (AC)21 CTTGAAAGITTITGTAAITIC 50 214 2(214, 218)
CGCCAATCATAGATC
JCSSR 20 EU099520 (AC)10 GGCTGAACITGCGCC 60 360 2(260, 266)
GCCCTGATITCTGGTC
JCSSR 21 EU099521 (C)7(A)5(CA)9 CTGAAATGGAGAAATTGG 50 249 3(245,
ACATATCGAAGATAGGG 249, 324)
JCSSR 22 EU099522 (TC)16 GAATCTCAACAGTGCCC 52 152 2(152, 165)
GAAGGATGGGAAGTGGG
JCSSR 24 EU099524 (C)10G(C) CACACACAACCAAACTGG 56 287 1(287)
9(AC)3 GGTTCTCTGAGATCCTC
JCSSR 26 EU099526 (CA)18 CATACAAAGCCTIGTCC 55 211 4(193, 198,
AACAGCATAATACGACTC 211, 234)
JCSSR 28 EU099528 (CA)17 GCAITIAGCAGAACCCCA 54 179 Multilocus (3)
CTAGCTAGTGTIATGTCTC y monomórco
JCSSR 29 EU099529 (CT)3CT(CIT) GCCATCCAATTATGGG 50 156 1(156)
2TG(T)3 ACAAGTAAGAAGTGAAG
JCSSR 31 EU099531 (GT)5(G)5C(G)6 CTGGTGCTAAAACTATGG 52 290 2(290, 294)
ACTGGTCATTCAGCTCC
JCSSR 32 EU099532 C(A)5G(A)15 TTAGTAGAGAACAAAAAG 42 298 1(298)
CGITACTCTCTACCG
JCSSR 34 EU099534 (GAA)7 AGAAGAAAGAGGCGAC 44 147 1(147)
TCITGTTGTICATGAGG
Genotipaje de los microsatélites SSRs
Los 10 primers seleccionados para la
caracterización molecular (Tabla 2), se obtuvieron
del trabajo de Basha, Francis, Makkar, Becker &
Sujatha (2009). La amplicación con los primers
SSR se realizó empleando la metodología M13-
tailing (Myburg & Remington, 1999), cuyo coctel
contenía 10 µl de mezcla de reacción constituida
por Buffer 5X (500 mM TRIS pH 8,5, 10 mM KCl,
2mM MgCl2, 500 mg/ml BSA), 1 µM de dNTPS,
0,1µM de primer Fw-M13, 0.3 µM de primer Rv,
1µM de M13-IrDye 800 o 700, 0,6 U de Taq y 5 ng/
µl de ADN genómico. La amplicación se realizó en
un termociclador Biometra a Gradiente y la corrida
electroforética en el DNA Analyzer 4300S LI-COR.
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Pruebas de estandarización
El registro de datos de las pruebas de
estandarización en los 10 primers seleccionados
(Tabla 3), en el marcaje IRDye 700 y IRDye 800, se
realizó mediante el software SAGA GT 4200-507
Versión 3-3 R S/N 412 (a), LI-COR Biosciences,
el cual permite la gestión de proyectos con
imágenes en un entorno Oracle®, lo mismo que
el genotipado automático con algoritmos tipo
“allele ngerprinting” de autoaprendizaje, no
susceptibles a error por la presencia de bandas
sombra utilizando el marcador de peso 350 pb
(IRDye-700, IRDye-800).
Análisis estadístico
a) Distancias genéticas: Se calculó utilizando
el software Power Marker (Liu & Muse, 2005).
Primero, la matriz genotípica fue convertida en
una matriz de datos binarios (1 y 0), luego se
calculó la matriz de distancia escogiendo la opción
de alelos compartidos (Shared Allele Distance,
DAS). Bajas estimaciones de distancia (valores
cercanos a 0) pueden indicar una subestructura
de la población, o que las poblaciones están
separadas desde periodos cortos de tiempo.
Por el contrario valores de distancia cercanos
a 1 indican una mayor diferenciación genética
entre las poblaciones o accesiones analizadas
favoreciendo los posibles cruces entre estas.
b) Estructura genética: La determinación
de la estructura genética de las muestras se
realizó con una matriz de frecuencia obtenida
del software NTSYS ver.2.1 (Rohlf, 2002) y se
calculó utilizando el coeciente SM de similitud,
para obtener análisis de agrupamiento y de
coordenadas principales (PCO). Para el análisis
de agrupamiento se empleó el método no
ponderado UPGMA (Unweighted-Pair group
method arithmetic average) con el que se obtiene
un fenograma que graca las relaciones entre
genotipos. El árbol fue visualizado en TREEVIEW
1.6.6 (Page, 2001).
La diferenciación entre estos grupos fue obtenida
en base al coeciente de diferenciación F
ST
del
software FSTAT (Goudet, 2001), así F
ST
= (H
T
-
H
S
)/H
T
donde H
S
=heterocigosis esperada en las
subpoblaciones y H
T
=heterocigosis esperada en
la población total. El valor F
ST
se mide en una
escala de 0 a 1, en que el menor signica menos
intercambio genético entre las poblaciones.
La signicancia del valor F
ST
fue analizada
con la prueba G mediante las correcciones de
Bonferroni.
c) Diversidad genética. Utilizando el Power
Marker (Liu & Muse, 2005) se calcularon los
parámetros de diversidad genética: frecuencia de
alelos, número de genotipos, número de alelos,
heterocigosis total observada, heterocigosis
Tabla 3. Estandarización del genotipaje SSRs en piñón con marcaje IRDye.
Cod. Lab. Primer Tamaño TA (°C) Marcaje
Fragmento PCR IRDye (nm)
A JcSSR-32 317 43 700
B JcSSR-34 166 43 700
C JcSSR-19 233 50 700
D JcSSR-21 268 50 700
E JcSSR-29 175 50 700
F JcSSR-22 171 52 800
G JcSSR-31 309 52 800
H JcSSR-28 198 55 800
I JcSSR-26 230 55 800
J JcSSR-24 306 55 800
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esperada y contenido de información de
polimorsmo (PIC).
d) Análisis de duplicados. Los resultados del
análisis genético se basan en el análisis de
los primers SSRs (J28 y J-26) que mostraron
polimorsmo, revelando 13 alelos en el
germoplasma de piñón.
La matriz genotípica fue analizada con un macro
de Excel denominado Microsatellite (Park, 2001),
la cual identica muestras idénticas según la
información genética que presenten.
De la amplicación realizada en 10 primers, se
obtuvo patrones de amplicación polimórcos
e informativos solo con J-28 y J-26 (Tabla 2)
mientras que los otros ocho primers presentaron
patrones de amplicación monomórcos, no útiles
para determinar diferencias entre accesiones y por
Figura 1. Cuanticación del ADN por método de uorescencia.
Figura 2. Patrones RAPDS de ADN de piñón obtenidos con primer OPR-07
100 ng
60 ng
40 ng
20 ng
ADN
lo tanto no se incluyeron en el análisis estadístico.
Resultados
Cuanticación del ADN. La cuanticación del
ADN mediante electroforesis, mostró que existió
ADN sin degradación en todos los materiales
extraídos. Sin embargo, la concentración
de ADN varió entre 20 y 100 ng/uL en las
accesiones estudiadas, lo que se demuestra por
la intensidad de las bandas mostradas en las
guras 1 y 2.
Amplicación de fragmentos SSRS. Los
patrones de amplicación polimórcos e
informativos de los primers J-26 y J-28 fueron
útiles para determinar diferencias entre
accesiones. En la tabla 4 constan los valores del
fragmento PCR, el marcaje IRDye y la imagen
correspondiente.
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Tabla 4. Polimorsmo SSR observado con los primers JcSSR-28 y JcSSR-26 en la colección de piñón del
INIAP.
Primer Fragmento Marcaje Imagen
PCR IRDye (nm)
JcSSR-28 198 800
JcSSR-26 230 800
Análisis genético
a) Análisis de agrupamiento. De acuerdo al
dendograma UPGMA (Figura 3), las accesiones
empezaron a diferenciarse en grupos a partir del
índice de similitud 0,75. Además, se observó la
formación de dos subgrupos dentro del grupo
1 (grupos 1.a y 1.b) a partir de un índice de
similitud 0,80. En general, fue posible observar
una gran cantidad de accesiones duplicadas,
particularmente en el grupo 1.
Figura 3. Análisis UPGMA de 158 accesiones de piñón de la colección de INIAP con el polimorsmo de dos
primers SSRs.
179:205:210:210
179:179:212:212
171:179:212:212
171:179:210:210
171:179:194:212
179:179:202:210
179:179:198:210
169:179:210:210
179:179:210:210
179:179:194:194
179:179:194:212
169:179:212:212
179:179:186:194
169:179:194:194
179:179:192:212
179:179:192:192
169:179:192:212
169:179:192:192
179:179:192:222
169:179:194:210
179:179:190:210
169:179:190:210
0,00 0,54 1,08 1,61 2,15
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b) Análisis de variabilidad genética. Los
índices de diversidad genética, obtenidos en la
colección de piñón constan en la Tabla 5. El
primers J-26 presentó 12 genotipos, 9 alelos y
0,55 como el valor PIC, mientras el primer J-28
reveló 4 genotipos, 4 alelos y un valor PIC de
0,18. En cuanto a la heterocigosidad esperada
y obtenida, en J-26 estos valores fueron de
0,59 y 0,15 en el orden respectivo, mientras
que en J-28, estos valores fueron similares.
La frecuencia alélica de las 158 accesiones
consta en la tabla 6, donde se aprecia que de los
9 alelos correspondientes a J-26, dos presentaron
frecuencias de 0,585 y 0,222 que correspondería
a más del 90%; en cambio, en J-28, solo uno de
los cuatro alelos tiene una frecuencia de 0,899.
Así mismo, los genotipos obtenidos variaron entre
los dos locus estudiados (Tabla 7), obteniéndose
una gran cantidad de homocigotos. En J-26, de
12 genotipos obtenidos, las mayores frecuencias
correspondieron a tres homocigotos con valores
de 0,54, 0,21 y 0,14, mientras que en J-28, con
cuatro clases de genotipos, el único homocigoto
tuvo una frecuencia de 0,80.
Tabla 5. Índices de diversidad genética para 158 accesiones de piñón establecidas en el banco de piñón
según el polimorsmo observado con los primers J-26 y J-28.
Tabla 6. Frecuencias alélicas para 2 primers SSRs observadas en 158 accesiones de piñón.
Locus Frecuencia Número de Número Disponibilidad He Ho PIC
alélica genotipos de alelos
Locus Alelo Conteo Frecuencia
J-28 0,90 4,00 4,00 1,00 0,19 0,20 0,18
J-26 0,59 12,00 9,00 1,00 0,59 0,15 0,55
Promedio 0,74 8,00 6,50 0,99 0,39 0,17 0,37
169 15 0,047
J-28
171 9 0,028
179 284 0,899
205 8 0,025
186 2 0,006
190 3 0,009
192 9 0,028
J-26 194 33 0,104
198 5 0,016
202 5 0,016
210 186 0,585
212 70 0,222
222 3 0,009
He: Heterocigosidad esperada; Ho: Heterocigosidad observada; PIC: Información de Polimerasa Contenida.
26
Tabla 7. Genotipos obtenidos en la caracterización de 158 accesiones de piñón.
Tabla 8. Genotipos multilocus presentes en 158 accesiones de piñón con dos primers SSRs polimórcos.
Locus Alelo 1 Alelo 2 Conteos Frecuencia Total
Número Genotipo Número de Accesiones
Primer J28 Primer J26 accesiones
169 179 15 0,09
171 179 9 0,06
J-28 179 179 126 0,80 4
179 205 8 0,05
186 194 2 0,01
190 210 3 0,02
192 192 2 0,01
192 212 2 0,01
192 222 3 0,02
J-26 194 194 14 0,09 12
194 210 1 0,01
194 212 2 0,01
198 210 5 0,03
202 210 5 0,03
210 210 86 0,54
212 212 33 0,21
1 169 179 190 210 1 7
2 169 179 192 192 1 50
3 169 179 192 212 1 53
4 169 179 194 194 3 62,66,72
5 169 179 194 210 1 27
6 169 179 210 210 6 10, 14, 17, 26, 49, 128
7 169 179 212 212 2 56, 59
8 171 179 194 212 1 147
9 171 179 210 210 2 143, 154
10 171 179 212 212 6 148, 149, 150, 151, 152, 153
11 179 179 186 194 2 63, 64
12 179 179 190 210 2 11, 12
13 179 179 192 192 1 51
14 179 179 192 212 1 52
15 179 179 192 222 3 18, 19, 20
16 179 179 194 194 11 61, 65, 67, 68, 73, 74, 75, 76, 77, 78, 125
17 179 179 194 212 1 60
18 179 179 198 210 5 38, 39, 40, 43, 44
19 179 179 202 210 5 30, 33, 34, 41, 42
1, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 9, 13, 15, 16, 21, 22, 23,
24, 25, 28, 29, 31, 32, 35, 36, 37, 45, 46,
47, 48, 69, 70, 71, 79, 80, 81, 82, 83, 84,
20 179 179 210 210 70 85, 86, 87, 88, 89, 90, 91, 92, 93, 94, 95,
96, 97, 98, 107, 108, 109, 110, 111, 112,
113, 114, 115, 116, 117, 118, 119, 120,
121, 122, 123, 124, 126, 127, 132
21 179 179 212 212 25
54, 55, 57, 58, 129, 130, 131, 133, 134,
135, 136, 137, 138, 139, 140, 141, 142,
144, 145, 146, 155, 156, 157, 158, 159
22 179 205 210 210
8 99, 100, 101, 102, 103, 104, 105, 106
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Nº 17, enero 2017, 26 - 29
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c) Análisis de duplicados. El análisis de las
158 accesiones de piñón, con los dos primers
polimórcos, presentó 13,92% de genotipos
multilocus representados en 22 grupos de
accesiones originales encontradas. El mayor
número de duplicados se situó en el genotipo
multilocus número 20 con 70 accesiones
similares, mientras que otras 26 accesiones
duplicadas se situaron en el genotipo 21
(Tabla 8).
27
Agricultura
Variabilidad genética de la colección de piñón (Jatropha curcas L.) del Instituto Nacional
de Investigaciones Agropecuarias del Ecuador, usando marcadores tipo microsatélites
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Discusión
Cuanticación del ADN
Los valores relacionados a la cantidad de ADN
obtenidos en la colección de piñón del INIAP se
ubican dentro de los rangos óptimos para ensayos
de amplicación de ADN; asimismo, la presentación
de la molécula de ADN sin degradación en
electroforesis coincide con estudios realizados
por Becerra y Paredes (2000) y Morillo (2002).
De igual manera, la obtención de patrones de
amplicación polimórcos e informativos solo con
dos de 10 primers estudiados, estuvo de acuerdo
a lo esperado y coincide con trabajos realizados
por Rosado et al. (2010).
El cálculo de la distancia genética entre dos
poblaciones da una estimación relativa del tiempo
que ha transcurrido desde que las poblaciones
se han establecido (Liu & Muse, 2005). Cuando
dos poblaciones están genéticamente aisladas,
la mutación y la deriva genética contribuyen a la
diferenciación de las frecuencias alélicas en locus
selectivamente neutros. A medida que el tiempo
de divergencia entre dos poblaciones aumenta,
la diferencia en las frecuencias alélicas también
tiende a aumentar (Ferreira & Grattapaglia, 1998).
Análisis de agrupamiento/ Análisis de
variabilidad genética
El promedio de 0,37 de valor PIC (Contenido
de Información de Polimorsmo) obtenido en el
análisis de variabilidad genética de este trabajo,
fue inferior al 0,48 reportado por Vargas (2011) en
un estudio realizado para analizar la diversidad
genética de 18 accesiones de J. curcas L. del
Banco de Germoplasma de la Escuela Agrícola
Panamericana, El Zamorano, donde se observó
baja diversidad genética, ya que cuatro de los
cinco grupos creados contienen accesiones
provenientes de diferentes localidades.
Análisis de duplicados
El gran número de duplicados observados
probablemente se debió a que la mayor parte
de la colección se realizó en una sola provincia
del Ecuador, Manabí, donde mayormente se
encuentra esta especie, utilizada como cerca
viva y multiplicada por estacas, lo que pudo
haber ocasionado un alto grado de homocigosis,
concordando esto con Rosado et al. (2010)
quienes estudiaron en Brasil la diversidad
genética del banco de germoplasma de 192
accesiones. Encontraron que solo 23 de los
381 marcadores RAPD replicados y uno de los
microsatélites probados fueron polimórcos. La
mayoría de accesiones fueron homocigóticas,
lo que contrasta con el sistema de fecundación
cruzada reportado para la especie, mientras que
los duplicados variaron entre 83% y 99%.
De manera similar, Montes, Technow, Martin,
& Becker (2014), caracterizaron una colección
mundial de Jatropha, encontrando un nivel alto
de homocigosis, con mayor diversidad genética
en las accesiones de Centroamérica y México
frente a las de África, Asia y América del Sur. En
cambio Zamarripa y Solís (2013) mencionan que
en trabajos realizados en México se encontró un
nivel de diversidad del 60% en la caracterización
de 88 accesiones del germoplasma de INIFAP.
Así mismo, en Guatemala, Azurdia, Asturias,
Barillas, & Montes (2008) detectaron alta
variabilidad genética en 53 accesiones estudiadas
usando marcadores moleculares. En cambio, en
la India, Basha y Sujatha (2007) caracterizaron
molecularmente 42 accesiones locales y una
del genotipo no tóxico de México, concluyendo
que entre los materiales de la India existió poca
diversidad genética, y que en comparación con la
Jatropha de México, los materiales locales fueron
muy diferentes genéticamente.
Conclusiones
La investigación proporcionó una visión general
de la diversidad genética de la colección de
germoplasma de piñón del Ecuador. La diversidad
genética observada fue bastante limitada y se
encontró un considerable grado de duplicación
entre las accesiones de esta colección, a
pesar del considerable número de accesiones
estudiadas y que el origen abarca accesiones
de Ecuador y de otros países. El gran número
28
de duplicados observados probablemente se
debió a que la mayor parte de la colección se
realizó en una sola provincia del Ecuador, donde
esta especie es utilizada como cerca viva y la
forma de multiplicación es por estacas, lo que
pudo haber ocasionado la falta de variabilidad
reejando una ascendencia común; además, la
forma de multiplicación vegetativa realizada por
los agricultores para la obtención de estacas para
sus cercas, ha permitido una selección intensiva
del material cultivado.
Este resultado pone de relieve la necesidad
urgente de mejorar el recurso germoplasma
con la obtención de nuevas accesiones,
principalmente desde países considerados
como centros de origen de la especie, con el
n promover la diversidad genética necesaria
para desarrollar un programa de mejoramiento
genético del cultivo.
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Nº 17, enero 2017, 28 - 29
ISSN: 1390-6895 e-ISSN: 2477-8982
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Variabilidad genética de la colección de piñón (Jatropha curcas L.) del Instituto Nacional
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